【目的和原理】
尿生成的过程包括：肾小球的滤过、肾小管与集合管的重吸收和分泌。任何影响这些过程的因素都会影响尿的生成。本实验的目的在于观察若干因素对尿生成的影响。
【实验动物】 兔，体重2.5~3kg。
【实验器材和药品】
四道生理记录仪（或计算机实时分析系统）、压力换能器、电磁流量计、电子刺激器、隔离器、刺激电极、计滴器、哺乳类动物手术器械一套、兔手术台、动脉夹、动脉插管和输尿管插管、铁支架、培养皿、试管和酒精灯。
注射器（1ml、20ml）、静脉滴注管、生理盐水、20％葡萄糖、10-4去甲肾上腺素、 0.5％肝素生理盐水、3％戊巴比妥钠、1％呋噻米、脑垂体后叶激素、酚红和班氏试剂。 【实验步骤】
1．麻醉与固定 称动物体重。沿静脉注入3％戊巴比妥钠1ml/kg；待动物麻醉后，将它仰卧固定在手术台上。剪去颈部、左腰背部和下腹部的毛。 2．手术
（1）分离颈部的神经和血管、插颈总动脉插管 沿颈正中线切开皮肤8～10厘米，钝性分离皮下组织和肌肉，暴露气管。在气管的两侧，分离出右侧迷走神经和左侧颈总动脉，穿线备用。把充满肝素生理盐水的动脉插管插到颈总动脉内，结扎固定，记录血压的变化。 （2）分离输尿管及输尿管插管 按3.8所示方法在耻骨联合上缘向上沿正中线切开皮肤8～10厘米，剪开腹壁（勿损伤腹腔脏器），在膀胱底部找出两侧输尿管，把一根已充满生理盐水的输尿管插入输尿管，结扎固定。按相同方法，插另一侧输尿管；用线把双侧插管的另一侧开口端结扎在一起，并接入计滴器的玻管内。手术完毕后，用生理盐水纱布覆盖腹部创口。把计滴器的输入线插入四导生理记录仪的AA-601耦合放大器的输入插座，记录尿滴数。
（3）分离左肾动脉 在左肋脊骨靠近脊柱处纵行切开皮肤8～10厘米，分离脊柱旁的肌肉，在腹膜后找出左肾，然后分离出左肾动脉，把血流量计探头钩于肾动脉上，按下血流量计上的测量键（FLOW键）即可从显示器上读出血流量和在多道记录仪上同步记录出血流量的变化。
（4）分离股动脉、股静脉及静脉插管 在左腹股沟处切开皮肤4cm，分离出股动脉，在动脉下方穿两条线备用；在右腹股沟处切开皮肤4cm，分离出股静脉，插入静脉滴注管，结扎固定，旋动滴注管的活塞，观察管内的生理盐水能否顺利流入静脉。 3．实验观察
（1）记录尿量、血压和肾血流量的对照数据。
（2）从静脉滴注管缓慢输入38℃生理盐水100～150ml，观察血压、肾血流量和尿量的变化。
（3）在尿量基本恢复后，电刺激迷走神经外周端，使血压明显下降（约6.8仟帕时）15～20秒，观察血压、肾血流量和尿量的变化。
（4）静脉注射20％葡萄糖10ml，观察尿量、血压和肾血流量的变化。并用斑氏法作尿糖定性实验。
（5）静脉注射1:10,000去甲肾上腺素0.2ml，观察血压，肾血流量和尿量的变化。 （6）静脉注射1％呋噻米0.5ml/kg；5分钟后观察尿量，血压和肾血流量的变化。
（7）静脉注射脑垂体后叶素3单位，观察血压，肾血流量和尿量的变化。
（8）作股动脉插管，结扎固定。从股动脉放血至血压降至6.8仟帕时，观察血压，肾血流量及尿量的变化。
（9）从股静脉输回所放的血，观察输血过程中；狗血压、肾血流量和尿量的改变。 【注意事项】
1．严格按照本实验顺序做实验。
2．在前一项实验处理的作用基本消失后，再作下一步实验。
3．注射20％葡萄糖后，应用新的容器来盛尿，以便作尿糖测定。
4．盛接股动脉放血的容器应加入一定量的肝素抗凝，并在放血过程中，轻轻摇动容器以使肝素与血液均匀地混合。 【思考题】
1.在本实验中，各项实验处理是通过什么机制而影响尿量的？ 2.尿量减少对机体有何不良影响？
3.休克肾可引起何种类型肾衰？如何区别这些不同类型的肾衰？
4.对于休克肾病人，使用呋噻米后并未能增加尿量，能否继续加大该药使用剂量？为什么？
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