麻醉生理学实验指导

麻醉生理学 实验指导

医学机能实验教学中心

实验一 局麻、低温及K+对神经干动作电位的影响

【实验目的】

观察局麻药及低温对神经干兴奋性，传导速度及不应期及细胞外高钾对神经干动作电位幅度及传导速度的影响。

【实验原理】

局部麻醉是临床常用的麻醉方式。局麻药作用于神经纤维后，通过影响钠通道而阻止Na+内流，使神经去极化速率和程度降低，兴奋性降低，传导速度减慢；同时，又因局麻药可降低复极化速率而使不应期延长。最终因去极化无法达到阈电位而完全阻滞动作电位的传播。在临床麻醉过程中，也常需将患者体温降低一定水平，以降低机体耗氧量，增强患者对缺氧的耐受性，而低温本身也可降低神经纤维的兴奋性和传导速度。高钾血症是临床常见危重急症。细胞外高钾可引起细胞去极化而导致钠通道失活，抑制动作电位的产生和传播。

【实验标本】 蟾蜍或蛙坐骨神经 【实验器材与药品】

蛙类手术器材一套，蛙板，神经标本盒，温度计，小烧杯，培养皿，滤纸片，任氏液，0.2％普鲁卡因，0.87％氯化钾，BL-410系统

【实验方法与步骤】

1、制备坐骨神经标本，接仪器开机并启动BL-410，进入“动作电位”实验模块，将神经干标本置入屏蔽盒。

2、测定阈值，最大刺激强度，传导速度和不应期。(详见《机能实验实习指导》)

3、将坐骨神经标本放置于5℃任氏液中浸泡5分钟，观察阈值，最大刺激强度，传导速度和不应期的变化。将神经标本置常温任氏液中浸泡复温，待用。

4、更换新的坐骨神经标本，重新测定阈值，最大刺激强度，传导速度和不应期的长短，用浸有0.2％普鲁卡因的滤纸片浸润刺激电极（负极）下的坐骨神经段，即可观察到动作电位幅度逐渐变低，迅速测定阈值，最大刺激强度，传导速度和不应期。如果传导速度变化不明显，可用另一浸有普鲁卡因的滤纸片浸润2，3电极之间的神经段，再重新测量。

5、将已复温的神经标本（或更换新的神经）置标本盒内，调节刺激强度至最大强度，在刺激电极与引导电极之间的神经干上放一小片浸有0.87％氯化钾溶液的滤纸片，刺激参数不变，观察动作电位的幅度及传导速度的变化。

【注意事项】

1. 制备标本过程中务求不损伤神经

2. 实验中应经常滴新鲜任氏液湿润神经干

3. 一对刺激电极相距0.5cm，一对引导电极相距1.4cm为宜

4. 各组数据的测量应尽快完成，尽量避免因测量过程中发生的兴奋性变化而影响实验

结果。

实验二 皮肤痛阈测定

【实验目的】

学习痛觉阈值测定的方法，了解氯丙嗪的镇痛作用。 【实验原理】

氯丙嗪是临床上常用的精神镇静，镇吐和镇痛药。在镇痛方面它的主要作用原理是：阻断痛觉信息在上行激动系统中的传递，同时降低大脑皮层的兴奋性，从而使机体对痛刺激的敏感性下降（即痛阈升高）。本实验利用氯丙嗪的这一镇痛原理，经肌注给药，观察大白鼠在给药前后痛觉敏感性的变化。

【实验对象】 大白鼠

【实验器材与药品】

电流侧痛仪、小动物台、计时器、小动物钳、烧杯（500ml）、 棉花 盐酸氯丙嗪、KCl溶液（常用浓度）、乙醚 【实验方法与步骤】

1、乙醚麻醉：用棉花少许，蘸乙醚后置于倒扣的烧杯中。然后将大白鼠放进烧杯，约5分钟左右，大白鼠即处于轻度麻醉中。

2、固定：将麻醉了的大白鼠俯卧于小动物台上，并用绳将其四肢固定，另取一绳上门齿固定鼠头。

3、仪器调试及连接：将刺激电极的负极端连线与大白鼠任一下肢相连（连接处应为无毛的裸露部分），正极端连线与大白鼠尾巴相连并固定，连接好后，向连接处用滴管加几滴KCl溶液，以增强连接处的导电性。用棉线将大白鼠尾巴与张力换能器相连，张力换能器连接1通道。开启电脑，进入BL-410系统，选择实验项目中的肌肉神经实验模块中的痛觉实验。参数设置：起始电流为0mA，阶梯宽度2ms，阶梯高度0.2mA，停止阈值5。

4、基阈测定：即测定给药前的痛阈。待大白鼠醒后（乙醚麻醉后约15分钟）进行测定，测定5回，每回两次，取其平均值，每隔5分钟测一回，测定的值为基础痛阈（简称基阈）。测定方法：每次测定时，系统自动渐增刺激强度，以鼠尾产生痛反应（鼠尾突然摆动，鼠常伴嘶叫）为指标，系统信息显示痛觉阈值，此读数为引起痛觉的最小电流强度，然后将“参数复位”复位，接着再测一次，此两次为一回，作好记录。

5、痛阈测定：即测定给药后的基阈，经后肢股四头肌注射氯丙嗪0.5ml/只（即12.5mg/只）。15分钟后开始测定，测定方法同“4”，做好记录。

6、数据处理

a：痛阈变化率＝（注射后痛阈－基阈）／基阈×100％ b：将记录结果作图： 痛阈(mA)

0.6- 痛阈 0.5- 0.4- 0.3- 0.2- 基阈 0.1-

0 5 10 15 20 25 时间（min）

实验三 镇静药和低温对小白鼠能量代谢的影响

【实验目的】

学习小白鼠能量代谢的测定方法，进一步理解精神活动和环境温度对代谢的影响

【实验原理】

机体的能量代谢受运动、精神活动及环境温度等因素的影响。镇静药和低温状态下，机体的能量代谢将降低。通过测定机体消耗一定量的氧气所需要的时间，可测出每小时的氧耗量，从而计算出能量代谢率。

【实验动物】 小白鼠

【实验器材及药品】

广口瓶及橡皮塞、温度计、烧杯（1000ml、500ml各一个）、水检压计、50ml注射器、橡皮管、弹簧夹、吸管、液状石蜡油或凡士林、钠石灰、冰块、0.1％盐酸氯丙嗪溶液、生理盐水

【实验前准备】

1、 将注射器、水检压计、温度计分别通过橡皮塞与广口瓶连接。在注射器内涂少量液

状石蜡油或凡士林，反复推拉数次，使其在注射器内形成均匀的薄层，以防漏气。 2、 取小白鼠两只，分别称重，标为甲、乙两号。 3、 称取钠石灰10g，至于广口瓶内。

4、 分别把甲、乙两鼠放入广口瓶内，加盖(四周可涂适量的液状石蜡油或凡士林，以

防漏气)并调节水检压计，使两侧水柱在同一水平。

5、 用注射器抽满50ml空气，并与橡皮管相连。然后将注射器筒芯向前推进2～3ml。

此时可见水检压计与大气压相通侧水柱液面上升。 6、 随着小白鼠在瓶内消耗氧气，大气压侧的水柱逐渐下降。至两侧水柱在同一水平时，

记录下时间。如上一直到注射器内空气将尽，计算所花时间，然后算成ml/g/min。

【实验观察项目】

1、 分别测量正常时甲、乙两鼠的耗氧量（ml/g/min）。

2、 分别给甲鼠腹腔注射盐酸氯丙嗪0.015mg/g（0.1％溶液0.015ml/g），乙鼠注射生理

盐水0.015ml/g。20分钟后，按上法分别测量其耗氧量（ml/g/min）。

3、 把广口瓶放入盛有冰水的大烧杯中，待瓶内温度降到10℃时，分别把甲、乙鼠放入

瓶内。按上法分别测量其耗氧量（ml/g/min）。 4、 把上述结果填入下表并计算结果。 鼠 体重 注射药物 耗氧量（ml/g/min） 号 （g） 1.注射前 2.注射后 3.置低温中 2－1 3－1 甲 乙 氯丙嗪 生理盐水 5、 能量代谢率的计算

每分钟产热总量×60 Kj/h 能量代谢率＝ ( )

体表面积（平方米） m2

小白鼠的体表面积

体重（g） 体表面积m2 体重（g） 体表面积m2

20 0.0067 26 0.0080 21 0.0069 27 0.0082 22 0.0072 28 0.0084 23 0.0074 29 0.0086 25 0.0078 30 0.0088

【注意事项】

1、 钠石灰要新鲜，装置应密闭。

2、 推注空气速度每次应尽量一致，且每次注入的量相等。 3、 待动物比较安静后才开始实验。

4、 最好能汇总全实验室的结果，计算两组小白鼠给药前后耗氧量之差的均值，并

进行组间差异性显著性检验（t检验）。

实验四 内脏牵拉对血压和呼吸的影响

在腹部外科手术中，内脏牵拉常造成病人血压和呼吸的明显变化，称之为内脏牵拉反射。内脏器官受到机械牵拉后，浆膜下感觉纤维丛将刺激信号经不同途径传入中枢，通过中枢的整合，病人常出现恶心、呕吐及不适感觉，还伴有循环和呼吸的变化等一系列内脏反射现象，增加手术的困难，有时甚至发生严重后果。这是每个麻醉医师经常面对的问题。

【实验目的】

1、 观察实验动物内脏牵拉反射的现象

2、 探讨内脏牵拉反射的机理并寻求减轻这一反应的方法 【实验动物】 家兔 【实验器材与药品】

BL-410生物信号记录分析系统、压力换能器、张力换能器、兔手术台及手术器械，铁支架、固定夹、动脉夹、三通管、动脉插管、小铁勾、棉线、注射器（1ml、5ml、10ml各一）、25％乌拉坦、500u/ml肝素、0.5mg/Amp阿托品、5ml/Amp利多卡因、生理盐水

【实验前准备】

1、 仪器连接：张力换能器－1通道：呼吸运动

压力换能器－2通道：动脉血压

2、 麻醉与固定：耳缘静脉注射25％乌拉坦（4ml/kg），背位固定于兔手术台上 3、 手术与操作：

①分离一侧颈总动脉并插管，与压力换能器相连，屏幕显示出血压波形 ②分离双侧迷走神经，穿线备用 ③胸廓运动明显处皮肤上勾小铁勾，与张力换能器相连，屏幕显示出呼吸波形 ④于上腹部作一正中纵行切口，长约6cm，打开腹腔，显露胃前壁。湿盐水纱布覆盖切口，备用

【实验步骤与观察项目】

1、 观察正常情况下血压和呼吸曲线。

2、 经腹腔切口以右手轻轻牵拉胃小弯侧，观察血压和呼吸的变化。

3、 从耳缘静脉注射0.25mg阿托品后，牵拉胃小弯侧，观察血压和呼吸的变化。

4、 轻轻提起双侧迷走神经，以棉花团围住游离部分之迷走神经干，等血压、呼吸稳定

后将利多卡因液体顺牵引线滴下浸润迷走神经，观察血压和呼吸的变化，待其无波动后牵拉胃小弯，观察血压和呼吸的变化。

5、 沿胃小弯侧向上找到食管根部，用注射器在食管根部浆膜下注射利多卡因环形浸

润。将脏器回位，待波形稳定后牵拉胃小弯，观察血压和呼吸的变化。 【注意事项】

1、 各步骤牵拉胃小弯尽可能保持同一部位和同一强度。

2、 利多卡因阻断迷走神经时要注意保护交感神经、减压神经等不被麻醉或损伤。 3、 食管根部麻醉时勿损伤胸膜腔及大血管，且不要将利多卡因注入血管。

实验五 麻醉手术时对尿生成的影响

肾脏是机体重要的排泄器官，起着排泄代谢废物。调节体液平衡、分泌激素等重要作用。肾功能不全时机体全身新陈代谢将受到严重影响，甚至危及生命。麻醉手术时影响尿生成的因素较多，例如血容量的变化、血压变化、内脏牵拉以及麻醉用辅助药如氯丙嗪，后者可以通过阻断多巴胺受体减少抗利尿激素释放，并直接一直血管运动中枢致血压下降影响尿生成。为保证机体术后早日康复，有必要了解这些因素以保护肾功能。本实验以尿量为指标，观察上述诸因素对尿生成的影响。

【实验目的】

学习引流尿液的方法并观察某些因素对尿生成的影响 【实验动物】 家兔 【实验器材与药品】

BL-410生物信号记录分析系统、压力换能器、兔手术台及手术器械，铁支架、三通管、动脉夹、动脉插管、棉线、注射器、纱布、膀胱插管、25％乌拉坦、0.5％肝素、抗利尿激素、氯丙嗪、生理盐水

【实验前准备】

1、 麻醉与固定：耳缘静脉注射25％乌拉坦（4ml/kg），背位固定于兔手术台上

2、 膀胱插管：在耻骨联合上方，沿正中线作4～5cm长切口，沿腹白线切开腹壁，打

开腹腔，将膀胱翻出体外（勿使肠管外露，以免血压下降）。在膀胱底部找到两侧输尿管，认清两侧输尿管在膀胱的开口部位。小心的在两侧输尿管下方穿一棉线，将膀胱上翻，结扎尿道。再在膀胱顶部血管较少处做一荷包缝合，中心作一小切口，插入膀胱插管，结扎固定，插管另一端连记滴器。 除膀胱插管外，也可作双侧输尿管插管引流尿液。

3、 动、静脉插管：于喉下正中作一7～10cm切口，分离皮下组织及气管，暴露左颈静

脉及右颈总动脉。将充满肝素的动脉导管与血压换能器相连，关上三通管。结扎颈总动脉远心端，用动脉夹夹注近心端，在动脉上剪一切口将导管插入动脉内结扎固定，记录血压。于左颈静脉作一切口，插入一约7cm长的塑料导管备用。 【实验步骤与观察项目】 1、 记录正常血压与尿量

以下观察指标均为血压与尿量 2、 静注抗利尿激素2u

3、 快速静注生理盐水10ml/kg

4、 静注2.5％氯丙嗪0.5ml/kg，出现变化后加大剂量，2.5％氯丙嗪1ml/kg。 5、 用手术钳翻动兔腹腔器官5～10分钟。

6、 从动脉导管放血至加有0.5％肝素的注射器中，血压下降到50mmHg，尿量有何变

化？然后由颈静脉快速推会体内，观察同前。 【注意事项】

1、 避免膀胱插管顶端紧贴膀胱壁造成引流不畅。 2、 避免动、静脉插管凝血及滑脱

3、 各步骤均应在动物基本恢复正常后再进行下一步 4、 注意手术野保温保湿