国际妇产科学杂志２０１２年６月第３９卷第３期 Ｊ Ｉｎｔ Ｏｂｓｔｅｔ Ｇｙｎｅｃｏｌ，Ｊｕｎｅ ２０１２，Ｖｏ１．３９，Ｎｏ．３ ・２９１・ 紧密［２］，这提示腹膜内浸润的Ｍ２型巨噬细胞与内皮 细胞存在相互作用，可能在ＥＯＣ腹膜转移灶血管生 成中发挥作用。本课题通过研究卵巢癌腹水中Ｍ２ 型巨噬细胞与内皮细胞的相互作用，揭示Ｍ２型巨 噬细胞参与调控卵巢癌腹膜转移灶内血管生成的作 用机制。 醛（ＰＦＡ）０．１ ｍＬ固定，振荡摇晃２０ ｍｉｎ，再以双蒸水洗净，３７ ℃烘箱中干燥；每孔加入０．１％的１００ Ｌ结晶紫染色，振摇３Ｏ ｍｉｎ，清洗干燥后，加入１０％的乙酸１００ Ｌ对细胞吸收的结晶 紫进行提取，ｌ ｈ后酶标仪上５９５ ｎｍ处检测光吸收值，结果用 与对照组的吸光度比值的百分数表示。 １．２．５ ｌｋａｍｗｄｌ实验观察内皮细胞的迁移能力Ｔｒａｎｓｗｅｌｌ 实验参照Ｃｏｍｉｎｇ公司产品说明操作：消化收集对数生长期 １材料与方法 １．１ 材料人脐静脉细胞融合细胞株ＥＡ．ｈｙ９２６以及人单核 自血病细胞株ＴＨＰ—ｌ均购自上海中科院细胞库。胎牛血清 （ＦＢＳ）、细胞培养基ＲＰＭＩ １６４０、ＤＭＥＭ、胰蛋白酶、Ｈａｎｋｓ 平 衡液（ＨＢＳＳ）为ＧＩＢＣＯ公司产品：佛波醇１２一十四酸酯ｌ３一乙 酸酯（ＰＭＡ）为Ｓｉｇｍａ公司产品；结晶紫染色试剂为碧云天生 物技术公司产品：Ｔｒａｎｓｗｅｌｌ迁移小室为Ｃｏｍｉｎｇ公司产品； Ｍａｔｒｉｇｅｌ基质胶为ＢＤ公司产品：ＥＬＩＳＡ试剂盒为Ｒ＆Ｄ公司 产品。 １．２方法 １．２．１ 细胞培养 ＥＡ．ｈｙ９２６细胞置于１０％ＦＢＳ—ＤＭＥＭ培养 液，ＴＨＰ－１细胞置于１Ｏ％ＦＢＳ—ＲＰＭｌ １６４０培养液中，３７℃、５％ ＣＯ：培养箱中常规培养，待细胞生长至对数期后消化收集。 １．２．２髑 ｌ细胞分化ｌＯ％ＦＢＳ—ＲＰＭＩ １６４０重悬细胞至１× １Ｏ 个／ｍＬ，加入ＰＭＡ试剂，调整浓度为３２０ ｎｍｏｌ／Ｌ，刺激２４ ｈ 使细胞分化为巨噬细胞样细胞（ＴＨＰ１ ｃｅｌｌｓ ａｃｔｉｖａｔｅｄ ｗｉｔｈ ＰＭＡ，ＴＡＰ） 。待细胞贴壁后，弃上清，ＰＢＳ充分润洗，加入 １Ｏ％ＦＢＳ．ＲＰＭＩ １４６０培养２４ ｈ后，弃上清。再次用无血清的 ＲＰＭＩ １６４０培养基刺激培养２４ ｈ ，收集上清为条件培养基 ＰＭＡｒ ＣＭ（ＴＨＰ１ ｃｅｌｌｓ ｗｅｒｅ ａｃｔｉｖａｔｅｄ ｗｉｔｈ ＰＭＡ ｔｈｅｎ ｒｅｓｔｅｄ ｉｎ ｃｕｌｔｕｒｅ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎａｌ ｍｅｄｉｕｍ）。 １．２．３巨噬细胞分离培养Ｍ２型巨噬细胞来自９例ＥＯＣ患 者。手术时无菌采集腹水，离心收集细胞沉淀（１ ２００ｇｍｉｎ，１５ ｍｉｎ， ４℃），Ｆｉｃｏｌｌ密度梯度法收集中间层单核细胞（２０００ｄｍｉｎ，２０ｍｉｎ， ２Ｏ℃），ＨＢＳＳ重悬后再次离心（２ ５００ｄｍｉｎ，２０ｍｉｎ，２０℃）。细 胞以５％ＦＢＳ－ＲＰＭＩ １６４０重悬后种于２４孑Ｌ板（ｃｏｓｔａｒ公司），细 胞种植密度为１．０ｘｌ０ ／孑Ｌ，培养箱中静置４ ｈ使细胞贴壁，用 预热的ＨＢＳＳ润洗３次，除去悬浮细胞［ 。加入ＩＯ％ＦＢＳ—ＲＰＭＩ １６４０静置培养２４ ｈ，弃上清，用无血清的ＲＰＭＩ １４６０再次培 养２４ ｈ，收集上清为条件培养基（Ｍ２ ＣＭ）。腹水标本采集得到 上海交通大学医学院附属仁济医院伦理委员会批准。 １．２．４结晶紫检测ＥＡ ｒ９２６细胞增殖能力 取对数生长期 ＥＡ．ｈｙ９２６细胞种于９６孔板（ｃｏｓｔａｒ公司，２．ＯｘｌＯ 个／孔），静置 ８ ｈ待细胞贴壁后弃上清，加入ＤＭＥＭ培养液，同步化处理细 胞１２ ｈ，使所有实验组细胞都处于同一细胞增殖时相。加入下 列４组不同培养基各１００ Ｌ，培养４８ ｈ。①对照组：ＤＭＥＭ培 养基。②Ｍ２ ＣＭ组：Ｍ２型巨噬细胞的无血清培养上清。③ ＰＭＡｒ ＣＭ组：ＴＡＰ细胞的无血清培养上清。④腹水组：术中采 集的ＥＯＣ患者腹水，离心去除细胞沉淀。共培养４８ ｈ后收集 上清留作Ｔｒａｎｓｗｅｌｌ实验迁移诱导剂及酶联免疫吸附试验 （ＥＬＩＳＡ）检测。ＰＢＳ洗孔３次，自然烘干，每孔加入４％多聚甲 的ＥＡ．ｈｙ９２６细胞于ＤＭＥＭ培养液中。调整细胞浓度为１．Ｏ× １０ 个／ｍＬ。于小室上层中各加入Ｏ．５ ｍＬ的上述细胞悬液（５ｘ １０４ｃｅｌｔ），小室下层中加入７５０ Ｌ １．２．４实验中收集的４种上 清作为迁移诱导液，共培养８ｈ．计数穿越ｄｑＬ的细胞数量。培 养结束后拭去上室中未迁移的细胞，将已迁移贴膜的细胞置 于４％ＰＦＡ溶液中固定１５ ｍｉｎ．清洗干燥后，加入结晶紫染 色，浸泡３０ｍｉｎ，清洗干燥后，显微镜下拍照（２０ｘｌＯ倍），取镜 下８个固定视野，计数细胞数，取均值进行统计学分析。 １．２．６小管样结构形成实验基质胶（ＥＣＭ Ｍａｔｒｉｇｅｌ，ＢＤ）５０ 孔包被９６孔板，待胶原凝固。取对数生长期的ＥＡ．ｈｙ９２６ 细胞，用上述４种不同的培养上清制备浓度为２ｘｌＯ 个／ｍＬ 的细胞悬液，１００ 孑Ｌ接种到预铺有基质胶的９６孑Ｌ板中，培 养８ ｈ后于倒置相差显微镜下采集图像，选取８个固定视野 摄片，计数小管的数量并进行统计学分析。 １．２．７ ＥＬＩＳＡ检测不同条件培养基刺激内皮细胞后几－８、 ＶＥＧＦ分泌情况取对数生长期ＥＡ．ｈｙ９２６细胞种于９６孑Ｌ板 （ｃｏｓｔａｒ公司，２．０ｘｌ０３个／孔），静置８ ｈ待细胞贴壁后弃上清， 收集１．２．４实验中的４种上清，刺激内皮细胞共培养４８ ｈ，收 集上清行ＥＬＩＳＡ实验，检测上清中ＩＬ一８、ＶＥＧＦ分泌情况，同 时检测原４组培养基中ＩＩＪ＿８、ＶＥＧＦ的含量。 ｌ－３统计学处理 数据处理使用Ｓｉｇｍａ Ｓｔａｔ ３．５统计软件进 行分析，计量资料以均数±标准差表示。统计采用Ｄｕｎｎｅｔ ｔ检 验法或ｔ检验，Ｐ＜０．０５为差异有统计学意义。 ２结果 ２．１ Ｍ２型巨噬细胞可增强内皮细胞的增殖能力 ＥＡ．ｈｙ９２６细胞经不同条件培养基刺激后。酶标仪 在５９５ ａｍ处检测其吸光度。Ｍ２ ＣＭ组ＯＤ值为 ０．１９０￣０．００２．对照组ＯＤ值０．１７０￣０．００５，差异有统计 学意义（Ｐ＜０．０５）；ＰＭＡｒ ＣＭ组为０．２０￣０．０１，与对照 组差异有统计学意义（Ｐ＜Ｏ．０５）；腹水组为０．２３＋ ０．０ｌ，与对照组相比差异有统计学意义（Ｐ＜Ｏ．０５），表 明腹膜内Ｍ２型巨噬细胞可增强内皮细胞的增殖能 力。 ２．２ Ｍ２型巨噬细胞可增强内皮细胞迁移能力 镜 下观察ＥＡ．ｈｙ９２６细胞的迁移能力并摄片。对照组、 Ｍ２ ＣＭ组、ＰＭＡｒ ＣＭ组以及腹水组ＥＡ．ｈｙ９２６内皮 细胞迁移数目分别为１０．０４＋０．２９、８４．８１＋２．０４、７２．８３± ６．４８和１４５．１２＿＋１２．１。各组与对照组相比差异均有统 计学意义，结果显示Ｍ２ ＣＭ条件培养基能够增强 ・２９２・ 国际妇产科学杂志２０１２年６月第３９卷第３期 Ｊ Ｉｎｔ Ｏｂｓｔｅｔ Ｇｙｎｅｅｏｌ，Ｊｕｎｅ ２０１２，Ｖｏ１．３９，Ｎｏ．３ ＥＡ．ｈｙ９２６细胞的迁移能力（Ｐ＜Ｏ．０５）。 ２．３ Ｍ２型巨噬细胞可增强内皮细胞小管形成能力 小管形成实验中发现。腹水组成胶时间早于对照组。 腹水组和Ｍ２ ＣＭ组消退时间晚于对照组和ＰＭＡｒ 个概念后，肿瘤生长对血管生成的依赖性已被许多 研究证实，当实体肿瘤生长直径超过１～２ ｍｍ时。若 无新生血管形成，肿瘤组织将停止生长。研究证实肿 瘤细胞以及肿瘤微环境中的炎症细胞能诱导肿瘤的 血管生成［６］。巨噬细胞是肿瘤微环境中最重要的炎 症细胞，约占肿瘤间质中炎症细胞总数的３０％～ ＣＭ组。倒置相差显微镜下图像采集和计数分析， Ｍ２ ＣＭ组小管形成数量（１１．７５＋０．５５）和对照组小管 形成数量（５．１３＋１．１５）差异有统计学意义（Ｐ＜０．０５）； ＰＭＡｒ ＣＭ组和腹水组内皮细胞小管形成数量分别 为１１．６２５￣０．７００和１０．２５±Ｏ．８３．也高于对照组（Ｐ＜ ０．０５），见图１（见后插二）。 ２．４ ｇＭａｙｇ２６分泌ｍ一８及ⅦＧＦ水平上调ＥＬＩＳＡ ５０％。巨噬细胞来源于外周血单核细胞。在特定微环 境下能分化为Ｍ２型巨噬细胞，Ｍ２型巨噬细胞能释 放生长因子［表皮生长因子（ＥＧＦ）］、趋化因子［白细 胞介素８（ｒＥ一８）］、细胞因子［肿瘤坏死因子Ｏｔ（ＴＮＦ一 仅）、ＩＬ一４］、免疫抑制因子（ＩＬ一１０、ＴＧＦ一１３１）和基质金 属蛋白酶（ＭＭＰ一２，一９）等，促进肿瘤细胞增殖、转移、 结果表明，ＥＡ．ｈｙ９２６细胞经Ｍ２ ＣＭ和ＰＭＡｒ ＣＭ刺 激后，分泌ＩＬ＿８的水平、ＶＥＧＦ的分泌水平高于对照 组（Ｐ＜０．００１）；ＥＡ．ｈｙ９２６细胞和腹水组共培养后ＩＬ一８ 的分泌水平高于对照组（Ｐ＜Ｏ．０１），ＶＥＧＦ的分泌水 血管生成以及诱导局部免疫耐受从而促进肿瘤进展。 在卵巢癌发生发展过程中，卵巢癌细胞蔓延到腹膜 表面．引起腹膜毛细血管通透性改变和再吸收功能 平与对照组相比差异无统计学意义。且经内皮细胞 共培养后上清中ＩＬ一８和ＶＥＧＦ含量与原４组条件 Ａ 障碍．血管内单核巨噬细胞协同各种免疫因子以及 细胞因子渗出腹膜促使腹水形成。同时来自外周血 的单核巨噬细胞在腹膜微环境中大量聚集分化成 Ｍ２型巨噬细胞，并通过分泌各种细胞因子参与肿瘤 转移以及腹水形成［２，７－８］。本课题旨在探索处于肿瘤 ｌ ５００ 一 微环境中的Ｍ２型巨噬细胞通过何种方式调控肿瘤 血管生成，从而推进卵巢癌恶性进展的机制研究。 研究表明．肿瘤血管生成是内皮细胞从组织中 成熟的血管中经由各种因子刺激诱导发生增殖和游 １ ０００ ∞ Ｉ５００ 走，形成小血管，从而促进肿瘤的侵袭和转移。内皮 细胞的增殖和迁移是血管生成的基本环节，本课题 曩■（＇ｏｎｄｉｔｉｏｎａｌ ｍｅｄｉｕｍ（ＣＭ） Ｂ 田ｅｏ－ｅｌｌｈｔｌｒ￣ｗｉｔｈ ＥＡ．ｈｖ９２６ 结晶紫染色增殖实验结果表明。从腹水中分离出的 Ｍ２型巨噬细胞可能分泌某些促进内皮细胞增殖的 细胞因子。ＰＭＡ刺激ＴＨＰ—ｌ细胞分化成为巨噬细胞 样细胞．诱导分化的ＴＡＰ细胞产生各种细胞因子， 如ＴＮＦ—ＯＬ、ＩＬ一１２、ＭＭＰ一２、ＭＭＰ一９等刺激内皮细胞 的增殖。Ｒａｎｔｓｗｅｌｌ实验结果表明，Ｍ２型巨噬细胞培 养上清可显著提高内皮细胞的迁移能力，提示Ｍ２型 ８ ｈ ｃ ｄ ａ ｈ ｃ ｄ 巨噬细胞可能分泌某些促进内皮细胞迁移的趋化因 子。腹水组对比Ｍ２ ＣＭ组具有更强大的促内皮细胞 注：Ａ：不同的条件培养基分泌ＩＬ一８的水平以及刺激ＥＡ． ｈｙ９２６细胞后分泌水平变化：Ｂ：不同的条件培养基分泌ＶＥＧＦ的水 平以及刺激ＥＡ．ｈｙ９２６细胞后分泌水平变化；ａ：对照组，ｂ：Ｍ２ ＣＭ 组，ｅ：ＰＭＡｒ ＣＭ组，ｄ：腹水组； 表示和对照组条件培养基（ＣＭ）相 增殖和迁移的作用．推测其可能因为腹水中含有丰 富的ＶＥＧＦ以及内皮素（ｅｎｄｏｔｈｅｌｉｏｌｙｓｉｎ，ＥＴＥＩ）可促 进内皮细胞的增殖和迁移。课题组前期的研究结果 表明．１Ｌ一８是ＥＯＣ间质中Ｍ２型巨噬细胞分泌量最 高的细胞因子．具有强大的诱导肿瘤细胞侵袭的作 用，结合其他研究结果，推测ＩＬ一８可能是卵巢癌血 管生成中主要的促血管生成因子和内皮细胞趋化诱导 因子ｌ８＿。ＩＬ一８参与了卵巢癌腹水的形成，并且通过促 进其他炎症因子的释放，促进肿瘤细胞的增殖、血管 比，差异具有统计学意义，Ｐ＜０．０５；＃表示和对照组条件培养基刺激 的ＥＡ．ｈｙ９２６细胞分泌水平相比较，差异具有统计学意义，Ｐ＜０．０５。 图２ Ｅ啦 检测在条件培养基刺激前后ＥＡ．，９２６分泌 Ⅱ ８以及ⅦＧＦ的水平 培养基相比都有显著提高（Ｐ＜０．Ｏ５），见图２。 ３讨论 自１９７１年Ｆｏｌｋｍａｎ首次提出肿瘤血管生成这 国际妇产科学杂志２０１２年６月第３９卷第３期 Ｊ Ｉｎｔ Ｏｂｓｔｅｔ Ｇｙｎｅｃｏｌ，Ｊｕｎｅ ２０１２，Ｖｏ１．３９，Ｎｏ．３ ・２９３・ 生成以及转移［９３。ＩＬ一８可以直接提高内皮细胞的 存活率、增殖能力以及金属蛋白酶的分泌，从而调节 血管生成［ｍ］，在子宫内膜癌以及子宫颈癌中Ｍ２型巨 噬细胞分泌ＩＬ一８．并且其分泌水平和肿瘤微血管数 量相关【１１］。为了验证ＩＬ一８是否参与了Ｍ２型巨噬细 胞促进内皮细胞增殖迁移以及小管形成．采用 ＥＬＩＳＡ检测初始不同条件培养基中ＩＬ一８的含量以 及经不同条件培养基刺激内皮细胞后共培养液中 ＩＬ一８的含量。本研究发现，腹水中提取的Ｍ２巨噬细 ［３］Ｔｊｉｕ Ｊｗ，Ｃｈｅｎ ＪＳ，Ｓｈｕｎ ＣＴ，ｅｔ ａ１．Ｔｕｍｏｒ－ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｍａｃｒｏｐｈａｇｅ－ ｉｎｄｕｃｅｄ ｉｎｖａｓｉｏｎ ａｎｄ ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ ｏｆ ｈｕｍａｎ ｂａｓａｌ ｃｅｌｌ ｃａｒｃｉｎｏｍａ ｃｅｌｌｓ ｂｙ ｃｙｃｌｏｏｘｙｇｅｎａｓｅ－２ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ［Ｊ］．Ｊ Ｉｎｖｅｓｔ Ｄｅｒｍａｔｏｌ， ２００９，１２９（４）：１０１６—１０２５． ［４］Ｄａｉｇｎｅａｕｈ Ｍ，Ｐｒｅｓｔｏｎ ＪＡ，Ｍａｒｒｉｏｔｔ ＨＭ，ｅｔ １ａ．Ｔｈｅ ｉｄｅｎｔｉｉｆｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｍａｒｋｅｒｓ ｏｆ ｍａｃｍｐｈａｇｅ ｄｉｆｅｒｅｎｔｉａｔｉｏｎ ｉｎ ＰＭＡ－ｓｔｉｍｕｌａｔｅｄ ＴＨＰ一１ ｃｅｌｌｓ ａｎｄ ｍｏｎｏｃｙｔｅ－ｄｅｉｒｖｅｄ ｍａｃｒｏｐｈａｇｅｓ［Ｊ］．ＰＬｏＳ Ｏｎｅ，２０１０，５ （１）：ｅ８６６８． ［５］Ｚｈａｎｇ Ｔ，Ｍａ Ｚ，Ｗａｎｇ Ｒ，ｅｔ ａ１．Ｔｈｒｏｍｂｉｎ ｆａｃｉｌｉｔａｔｅｓ ｉｎｖａｓｉｏｎ ｏｆ ｏｖａｒｉａｎ ｃａｎｃｅｒ ａｌｏｎｇ ｐｅｒｉｔｏｎｅｕｍ ｂｙ ｉｎｄｕｃｉｎｇ ｍｏｎｏｃｙｔｅ ｄｉｆｅｒｅｎｔｉａｔｉｏｎ 胞条件培养基与内皮细胞共培养后，上清中ＩＬ一８水 平较对照组显著升高。提示腹膜内Ｍ２型巨噬细胞 可能通过分泌ＩＬ一８促进血管生成。此外，ＶＥＧＦ也被 认为是促进血管生成中的重要因子，Ｆｕｊｉｍｏｔｏ等Ｉ１ ］ 认为其是判断卵巢癌患者预后的重要标记物。实验证 实了ＶＥＧＦ和ＩＩ，＿８与卵巢癌的恶性进展相关＿ｌ３］。腹 膜内巨噬细胞增加卵巢癌腹膜转移灶内血管生成可 能提高ＩＬ一８和ＶＥＧＦ的分泌相关 。通过分泌促血 管生成因子和迁移诱导因子．Ｍ２型巨噬细胞促进内 皮细胞的迁移、增殖，帮助内皮细胞从肿瘤原发灶血管 逃逸进入血液循环，转移到腹膜内，实现肿瘤转移灶 血管的构成 本研究表明，Ｍ２型巨噬细胞可能是肿瘤微环境 中促进ＥＯＣ血管生成的重要因素。Ｍ２型巨噬细胞 作用于微环境中的内皮细胞，提高内皮细胞的增殖 能力，并通过上调ＩＬ一８，ＶＥＧＦ等促血管细胞因子促 进内皮细胞迁移以及小管形成。从而促进卵巢癌腹 膜内血管生成。为卵巢癌肿瘤的恶性进程发展提供 了必要条件。研究Ｍ２型巨噬细胞对内皮细胞的调 控有助于进一步了解ＥＯＣ腹膜微环境中炎症细胞 和血管生成的相互作用．为临床上开展以巨噬一内皮 细胞为靶向的卵巢癌综合治疗手段提供新的依据。 参考 文 献 ｌ１ Ｊ Ｃａｉ Ｊ，Ｔａｎｇ Ｈ，Ｘｕ Ｌ，ｅｔ ａ１．Ｆｉｂｒｏｂｌａｓｔｓ ｉｎ ｏｍｅｎｔｕｍ ａｃｔｉｖａｔｅｄ ｂｙ ｔｕｍｏｒ ｃｅｌｌｓ ｐｒｏｍｏｔｅ ｏｖａｒｉａｎ ｃａｎｃｅｒ ｇｒｏｗｔｈ，ａｄｈｅｓｉｏｎ ａｎｄ ｉｎｖａｓｉｖｅ— ｎｅｓｓ［Ｊ］．Ｃａｒｃｉｎｏｇｅｎｅｓｉｓ．２０１２，３３（１）：２０—２９． １ ２ Ｊ Ｗａｎｇ Ｘ，Ｄｅａｖｅｒｓ Ｍ，Ｐａｔｅｎｉａ Ｒ，ｅｔ ａ１．Ｍｏｎｏｃｙｔｅ／ｍａｃｒｏｐｈａｇｅ ａｎｄ Ｔ—ｃｅｌｌ ｉｎｆｉｌｔｒａｔｅｓ ｉｎ ｐｅｒｉｔｏｎｅｕｍ ｏｆ ｐａｔｉｅｎｔｓ ｗｉｔｈ ｏｖａｒｉａｎ ｃａｎｃｅｒ ｏｒ ｂｅｎｉｇｎ ｐｅｌｖｉｃ ｄｉｓｅａｓｅ［Ｊ］．Ｊ Ｔｒａｎｓｌ Ｍｅｄ，２００６，４：３０． ｔｏｗａｒｄ ｔｕｍｏｒ－ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｍａｃｒｏｐｈａｇｅ－ｌｉｋｅ ｃｅｌｌｓ［Ｊ］．Ｃａｎｃｅｒ Ｉｍｍｕｎｏｌ Ｉｍｍｕｎｏｔｈｅｒ，２０１０，５９（７）：１０９７－１０８． ［６］ Ｆｒｅｅｄｍａｎ ＲＳ，Ｄｅａｖｅｒｓ Ｍ．Ｌｉｕ Ｊ．Ｐｅｒｉｔｏｎｅａｌ ｉｎｆｌａｍｍａｔｉｏｎ．Ａ ｍｉ． ｃｏｒｅｎｖｉｏｒｎｍｅｎｔ ｆｏｒ ｅｐｉｔｈｅｌｉａｌ ｏｖａｒｉａｎ ｃａｎｃｅｒ（ＥＯＣ）［Ｊ］．Ｊ Ｔｒａｎｓｌ Ｍｅｄ，２００４，２（１）：２３． ［７］ 张婷，马政文，王颖，等．凝血因子Ⅱ可诱导单核细胞和巨噬细 胞分化为卵巢癌腹膜内肿瘤相关样巨噬细胞［Ｊ］．中国实用妇 科与产科杂志，２００９，２５（４）：２６５—２６８． ［８］ 张婷，王睿黎，马政文，等．凝血酶刺激单核／巨噬细胞产生ＩＬ一８ 增强卵巢癌细胞侵袭力的实验研究［Ｊ］．现代妇产科进展， ２００９，１８（１０）：７３４—７３８． ［９］Ａｌｖｅｒｏ ＡＢ，Ｆｕ ＨＨ，Ｈｏｌｍｂｅｒｇ Ｊ，ｅｔ ａ１．Ｓｔｅｍ－ｌｉｋｅ ｏｖａｒｉｎａ ｃａｎｃｅｒ ｃｅｌｌｓ ｃａｎ ｓｅｒｖｅ ａｓ ｔｕｍｏｒ ｖａｓｃｕｌｒａ ｐｒｏｇｅｎｉｔｏｒｓ［Ｊ］．Ｓｔｅｍ Ｃｅｌｌｓ， ２００９，２７（１０）：２４０５—２４１３． ［１Ｏ］Ｋｉｍｕｒａ ＹＮ，Ｗａｔａｒｉ Ｋ，Ｆｏｔｏｖａｔｉ Ａ，ｅｔ １ａ．Ｉｎｆｌａｍｍａｔｏｒｙ ｓｔｉｍｕｌｉ ｆｒｏｍ ｍａｃｒｏｐｈａｇｅｓ ａｎｄ ｃａｎｃｅｒ ｃｅｌｌｓ ｓｙｎｅｒｇｉｓｔｉｃａｌｌｙ ｐｒｏｍｏｔｅ ｔｕｍｏｒ ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ［Ｊ］．ＣａｎｃｅｒＳｃｉ，２００７，９８（１２）：２００９－２０１８． ［１１］ＳｈａｈｚａｄＭＭ，Ａｒｅｖａｌｏ ＪＭ，Ａｒｍａｉｚ—ＰｅｎａＧＮ，ｅｔ ａ１．Ｓｔｒｅｓｓ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｎ ＦｏｓＢ—ａｎｄ ｉｎｔｅｒｌｅｕｋｉｎ一８（ＩＬ一８）一ｄｒｉｖｅｎ ｏｖａｒｉａｎ ｃａｎｃｅｒ ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ ｍｅｔａｓｔａｓｉｓ［Ｊ］．Ｊ Ｂｉｏｌ Ｃｈｅｍ，２０１０，２８５（４６）：３５４６２—３５４７０． １ｌ２ Ｊ Ｆｕｊｉｍｏｔｏ Ｊ，ＡｏｋｉＩ，Ｋｈａｔｕｎ Ｓ，ｅｔａ１．Ｃｌｉｎｉｃａｌｉｍｐｌｉｃａｉｔｏｎｓ ｏｆ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｉｎｔｅｒｌｅｕｋｉｎ－８ ｒｅｌａｔｅｄ ｔｏ ｍｙｏｍｅｔｒｉａｌ ｉｎｖａｓｉｏｎ ｗｉｔｈ ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ ｉｎ ｕｔｅｉｒｎｅ ｅｎｄｏｍｅｔｒｉｌａ ｃｎａｃｅｒｓ［Ｊ］．Ａｎｎ Ｏｎｃｏｌ，２００２，１３（３）：４３Ｏ＿４３４． １ １３ ｊ Ｃｒａｓｔａ ＪＡ，Ｍｉｓｈｒａ Ｓ，Ｖａｌｌｉｋａｄ Ｅ．Ｏｖａｒｉａｎ ｓｅｒｏｕｓ ｃａｒｃｉｎｏｍａ：ｒｅｌａ－ ｔｉｏｎｓｈｉｐ ｏｆ ｐ５３ ａｎｄ ｂｃｌ一２ ｗｉｔｈ ｔｕｍｏｒ ａｎｇｉｏｇｅｎｅｓｉｓ ａｎｄ ＶＥＧＦ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ［Ｊ］．Ｉｎｔ ＪＧｙｎｅｃｏｌＰａｔｈｏｌ，２０１１，３０（６）：５２１－５２６． １ １４ｊ Ｈａｔａ Ｋ，Ｗａｔａｎａｂｅ Ｙ，Ｎａｋａｉ Ｈ，ｅｔ ａ１．Ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｖｓａｃｕｌｒａ ｅｎｄｏｔｈｅｌｉｌａ ｇｒｏｗｔｈ ｆａｃｔｏｒ（ＶＥＧＦ）ｇｅｎｅ ｉｎ ｅｐｉｈｔｅｌｉａｌ ｏｖａｒｉｎａ ｃａｎｃｅｒ： ａｎ ａｐｐｒｏａｃｈ ｔｏ ｎａｔｉ－ＶＥＧＦ ｔｈｅｒａｐｙ［Ｊ］．Ａｎｔｉｃａｎｃｅｒ Ｒｅｓ，２０１１，３１ （２）：７３１—７３７． （收稿日期：２０１２—０２—２８） ［本文编辑李淑杰］
